группа компаний «ВИВАРИЙ»

Метод проведения инфузий “на привязи” часто используется при работе с лабораторными животными. Особенно широко его применяют у крыс. Такой метод парентерального доступа может использоваться у мелких и крупных лабораторных животных, однако изначально он разрабатывался специально для экспериментов на крысах. На сегодняшний день это единственный метод, позволяющий получать длительный парентеральный доступ у крыс. Кроме того, использование привязи и шлейки позволяет проводить забор проб крови или других биологических жидкостей, но данная возможность используется реже, чем простое проведение инфузий. Данная технология редко используется у животных больших размеров, у которых чаще применяют “амбулаторное” введение препаратов, обычным методом, что снижает уровень стресса, возникающего при использовании «привязи”. Несмотря на это, отсутствие инфузионных насосов для применения без привязи делает метод единственной выбором при работе с крысами.

Системы для проведений инфузий и забора проб крови на привязи состоят из следующих компонентов:

· Катетер · Шлейка, привязь, подкожное устройство для инфузий, манжета для хвостового катетера · Пружинная защита и крепежная система · Вертлюг(свивел) · Инфузионный насос (для инфузий) · Трубчатые магистрали (от животного к вертлюгу и от вертлюга к насосу) · Система автоматического забора проб крови Accusampler Standard (для забора крови)

Катетер

Катетер является самым важным компонентом любой системы для инфузий или забора крови. Нарушение проходимости катетера или другие неполадки, связанные с ним, приводят к изъятию животного из исследования, в то время как проблемы, связанные с другими компонентами системы, могут быть устранены путём замены необходимой части, с сохранением участия животного в эксперименте. С начала использования систем для инфузий на привязи сами катетеры изменились незначительно. Основными материалами для их производства служат силикон (SIL) и полиуретан (PU), в некоторых лабораториях могут использоваться катетеры из полиэтилена (PE) и поливинилхлорида (PVC). Наиболее значимыми изменениями в конструкции катетеров стало использование закруглённых или конических кончиков катетера, вводимых в сосуд, и нанесение на поверхность катетера покрытий, совместимых с кровью (гепарин и пр. материалы).

Материал, из которого изготовлен катетер, является важным фактором при планировании исследований. Этому есть несколько причин:

· Совместимость с кровью · Способность адсорбировать и абсорбировать экспериментальные препараты из раствора · Проницаемость для газов · Жёсткость · Возможность нанесения совместимых с кровью покрытий

Таблица 1 представляет особенности наиболее часто использующихся материалов для производства катетеров.

Силикон, полиэтилен и поливинилхлорид используются для производства катетеров много лет. Использование полиуретана росло последние два десятилетия, благодаря хорошей совместимости с кровью, хорошему балансу между мягкостью и жёсткостью, хорошей сопротивляемости натяжению и доступности. Полиуретан предпочтителен из-за его “природной” совместимости с кровью, по сравнению с другими материалами (его часто используют при производстве компонентов искусственного сердца). Совместимость с кровью может быть улучшена нанесением покрытий, описанных в данной статье. Кроме того, помимо совместимости с организмом животного исследователи должны проверять совместимость катетера с растворами для инфузий. Некоторые вещества могут адсорбироваться на катетере или абсорбироваться материалами, из которого катетер изготовлен. Более того, некоторые вещества могут привести к попаданию компонентов материала, из которого изготовлен катетер, в кровоток. Исследования совместимости катетеров с исследуемыми веществами проводятся в условиях in vitro.

Так как катетер обычно подключается напрямую к животному и вертлюгу, следует учитывать тот факт, что материалы, из которого изготавливаются катетеры, имеют различную проницаемость для газов. В результате некоторые вещества могут проникать через стенку катетера (испаряться), особенно если инфузия проводится медленно или периодически останавливается. Кроме того, при отсутствии инфузии, часть раствора может улетучиваться через стенки катетера, что приводит к попаданию крови в освободившийся объём через кончик катетера с образованием тромба, нарушающего проходимость. Полиуретан и силикон имеют относительно высокую проницаемость. Риск испарения растворов и веществ может быть снижен, если использовать подкожный порт для парентерального доступа.

Жесткость катетера имеет интересное побочное действие – более жёсткие катетеры чаще провоцируют образование тромбов, но легче имплантируются. Более мягкие катетеры реже приводят к образованию тромба, но их тяжелее установить в вену, особенно у грызунов. Причина в более высокой травматичности жёстких катетеров, приводящих к повреждению интимы сосудов во время имплантации, что провоцирует образование тромба. Так как жёсткость катетеров, изготовленных из полиуретана, можно изменять в широких пределах, производители катетеров из этого материала имеют возможность сохранять баланс между жёсткостью и мягкостью. Силиконовые катетеры обычно имеют более мягкую консистенцию. Полиэтиленовые катетеры самые жёсткие. Катетеры из поливинилхлорида могут быть как мягкими, так и жёсткими, но по сравнению с ними катетеры из полиуретана имеют самый оптимальный баланс жёсткости и мягкости.

Катетеры из силикона, полиуретана и полиэтилена изготавливаются различного диаметра (см. Табл. 2) и подходят для большинства лабораторных животных. Катетеры из поливинилхлорида производятся с небольшим выбором размеров.

Внутрисосудистый конец катетера обычно называют наконечником или дистальным концом. Наконечники производятся закруглёнными, срезанными под прямым углом (тупыми), или с косым срезом (под углом 45 градусов). Некоторые исследователи отмечают, что во время экспериментов на овцах и крысах катетеры с круглыми наконечниками реже приводят к тромбообразованию, по сравнению с катетерами с тупым или косым срезом. В результате катетеры с круглыми наконечниками позволяют проводить более длительные инфузии и меньше влияют на физиологию животных (например, реже забиваются сгустками крови, реже приводят к тромбозу сосудов, тромбоэмболии). Катетеры с закруглёнными наконечниками сложнее в производстве, особенно если делать это самостоятельно. Однако такие катетеры производятся компаниями специализирующимися в области лабораторного оборудования из полиуретана и силикона. Исследователи, изготавливающие катетеры самостоятельно, из бухт заготовок для катетеров, вынуждены использовать катетеры только с прямым или косым срезом наконечника. Рисунок 1 показывает геометрию трёх видов наконечников катетеров.

Рис.1 Типы наконечника катетеров

Способность выдерживать натяжение является другой важной характеристикой катетера. Особенно важно учитывать это при проведении экспериментов на грызунах, так как катетеры меньшего размера имеют тонкие стенки, которые легко рвутся. Силикон имеет наименьшую сопротивляемость натяжению и может разорваться или лопнуть, начиная с небольших размеров (1.5-3.5 по Французской системе измерения размеров катетеров). Большие катетеры из силикона имеют более толстые стенки и рвутся реже. Другие материалы для изготовления катетеров имеют хорошую или отличную сопротивляемость натяжению.

Полиуретановые катетеры выпускаются со специальным покрытием предназначенным для улучшения совместимости материала, из которого они изготовлены, с кровью. Использование полиуретановых катетеров с покрытием из гепарина, связанного с материалом ковалентной связью, приводит к значительному улучшению проходимости. При этом прослеживается явная тенденция к снижению инфекций, связанных с использованием катетера, уменьшается травматизация стенок сосудов. Полиуретановые катетеры с покрытием, уменьшающим трение, разработаны таким образом, чтобы снизить вероятность адгезии компонентов крови и микроорганизмов на внутренних стенках.

F – размер катетера по Французской системе измерения размеров катетера

Шлейка, подкожное устройство «пуговица», хвостовая манжета для катетера

Шлейка, жилет, «пуговица» и хвостовая манжета служат для защиты места имплантации катетера и снижения уровня стресса, связанного с привязью и ограничением подвижности животного. Эти приспособления, кроме хвостовой манжеты, позволяют имплантировать внутрисосудистую часть катетера через область лопатки животного. Хвостовая манжета (рис. 2) позволяет отвести катетер, устанавливаемый в хвостовую вену животного. Жилет для крыс (рис. 3) изготовлен из ткани или нейлона и имеет два выреза для передних конечностей. Он надевается вокруг грудной клетки и спины, имеет усиленную область над выводом для катетера, присоединяемую к привязи. Шлейка(рис. 4) имеет схожее с жилетом назначение, но изготавливается из мягкого, эластичного купола, устанавливаемого над областью лопатки, и закрепляется на животном с помощью двух регулируемых резиновых шлеек, оборачиваемых вокруг передних конечностей. Новые модели шлеек содержат магистраль для инфузий, позволяющую быстро подключать и отключать животное от привязи. Подкожное устройство для инфузий «пуговица» (рис. 5) изготавливается из сетки из полиэстера или полисульфона, и подшивается к фасции под кожей животного, позволяя выводить катетер через центральную часть устройства.

Рисунок 2. Хвостовая манжета

Рисунок 3. Жилеты для разных видов животных

Рисунок 3. Шлейка для крыс

Рисунок 4. Подкожное устройство «пуговица» .

Пружинная защита и оборудование для крепления системы

В системе для внутривенных инфузий на привязи пружинная защита представляет собой гибкую спираль из проволоки, изготовленную из нержавеющей стали. Ее длина обычно не превышает 30 см. Пружина одним концом крепится к шлейке, подкожному крепежу «пуговице» и прикрывает собой магистраль или катетер между животным и вертлюгом. Другим концом пружина закрепляется на специальном держателе на вертлюге. Функция пружины – защита катетера и передача крутящего момента, возникающего при поворотах и вращениях животного, на вертлюг. Характеристики пружинной защиты – внутренний диаметр, гибкость, длина и материал, из которого она изготовлена.

Для крепления всей системы над клеткой с животным используется специальная рычажная система коромыслового типа с противовесом. Её использование предпочтительней неподвижного монтажа вертлюга в месте содержания животного, так как данная конструкция компенсирует изменения в натяжении пружинной защиты. В дополнение к этому, противовес снижает нагрузку на животное, возникающую из-за использования пружины и вертлюга.

Рисунок 5. Клетка для проведения инфузии/забора крови с сборе

Вертлюг (свивел)

Вертлюг – самый важный компонент системы после катетера, устанавливающийся в цепи между животным и инфузионным насосом. Он работает как вращающееся соединение между катетером и магистралью для провода жидкости поступающей от насоса к катетеру. Без использования вертлюга животное значительно стеснено в движениях, а магистрали легко перегибаются, что приводит к полному или частичному нарушению проходимости системы. Корпус вертлюга изготавливается из пластика или нержавеющей стали. Внутренние трубки и подшипники — из нержавеющей стали. Герметичность соединения обеспечивается тефлоновой прокладкой. Детали, соприкасающиеся с жидкостью, изготавливаются только из нержавеющей стали и тефлона. Для введения веществ несовместимых с нержавеющей сталью (например, при микродиализе) изготавливаются специальные вертлюги из диоксида кремния.

Вертлюги делятся на следующие категории: одноразовые (из пластика) и многоразовые (из нержавеющей стали), одноканальные и многоканальные. Во всех случаях необходимо учитывать размер вертлюга и размер катетера/магистрали, чтобы получить надёжные соединения между этими компонентами.

В лабораториях с высоким оборотом животных предпочтительно использование пластиковых вертлюгов из-за отсутствия необходимости тратить много времени и труда на очистку и подготовку многоразовых соединений для повторного использования. Пластиковые вертлюги обычно позиционируются как одноразовые, однако фактически их используют несколько раз. Вертлюги из нержавеющей стали обычно имеют более высокое качество изготовления, что продлевает их срок службы в условиях интенсивного использования и повторных стерилизаций. Срок службы заканчивается при начале утечек из него жидкости (что увеличивает риск инфицирования), при закупорке и нарушении проходимости системы, а также при значительном увеличении силы, необходимой для поворота шарнира.

Одноканальные вертлюги используются чаще всего для большинства внутривенных инфузий, для изучения эффектов одного вещества. Двухканальные варианты позволяют вводить несколько веществ или проводить одновременный с инфузией забор крови, или же проводить мониторинг кровяного давления. Вертлюги с тремя или более каналами имеют высокую стоимость и часто протекают. Эти устройства имеют несколько каналов для разных жидкостей и позволяют изучать эффекты нескольких экспериментальных препаратов, или же предназначаются для измерения нескольких физиологических параметров во время инфузии. Такие специализированные системы компенсируют движения животного и обеспечивают вращение нескольких различных компонентов системы, а не только катетеров.

Вертлюги стандартной одноканальной конструкции представляют собой баланс между способностью вращаться и герметичностью. При увеличении защиты от протечек используются более мощные прокладки, что приводит к увеличению усилий, необходимых для вращения. Следовательно, такие устройства сильнее сопротивляются движениям животных. Небольшие каналы для жидкостей позволяют, в свою очередь, создавать более подвижные устройства, так как в них не требуется герметичность на протяженном участке канала. Кроме того, необходимо иметь в виду, что усилия, требуемые для вращения вертлюга, возрастают с увеличением числа каналов.

Рисунок 6. Вертлюги из пластика.

Рисунок 7. Вертлюги из нержавеющей стали

Насосы для проведения инфузий

Инфузионные насосы являются сложными электромеханическими устройствами, имеющими микропроцессор, позволяющий программировать работу и контролировать её с персонального компьютера. Чаще всего для инфузий на привязи у крыс используют шприцевые инфузионные насосы, реже — перистальтические насосы. Шприцевые насосы хорошо подходят для инфузий с низкой скоростью, так как ограниченный объём шприца делает высокую скорость введения раствора непрактичной. Для введения раствора с высокой скоростью лучше подходят перистальтические насосы, позволяющие использовать большие объемы жидкости для инфузий.

Шприцевые насосы позволяют использовать пластиковые и стеклянные шприцы, что снижает стоимость их использования. Стеклянные шприцы имеют более высокую точность введения по сравнению с дешёвыми пластиковыми шприцами. На рынке представлен широкий выбор различных шприцевых насосов. Кроме того, помимо насосов, изготавливаемых и позиционируемых исключительно для лабораторного применения, существует множество насосов, применяющихся для лечения людей, и подходящих для лабораторного применения в качестве вторичной области использования. Шприцевые насосы могут быть предназначены как для работы с одним шприцем, так и с несколькими. Точность подачи подобных устройств колеблется в пределах +/-1%.

Перистальтические насосы позволяют вводить вещества из пакета с раствором объёмом до 1 литра и больше. Обычная скорость введения >1 мл/час. Магистрали для перистальтических насосов подходят только для “родного” устройства и могут использоваться повторно. Стоимость эксплуатации перистальтического насоса может быть выше по сравнению со шприцевым , так как пластиковые шприцы намного дешевле. Точность данного класса устройств колеблется в пределах +/- 5%.

Рисунок 8. Шприцевые насосы

Рисунок 9. Перистальтический насос

Магистрали

Магистрали используются для соединения катетера и вертлюга, а также вертлюга и инфузионного насоса. Выбор материала, из которого изготавливаются магистрали не так важен, как выбор материала катетера. Обычно используется полиуретан, силикон, полиэтилен и поливинилхлорид. Часто рекомендуется использовать магистраль и катетер из одного материала, чтобы снизить вероятность возникновения проблем совместимости с вводимыми соединениями.

Система автоматического забора проб крови

Последние несколько лет технология автоматического забора проб крови была выведена на рынок лабораторного оборудования. Концепция использования данных устройств позволяет проводить забор проб крови из организма животного без вмешательства человека, за исключением первоначальной настройки системы. Метод позволяет снизить уровень стресса, испытываемого животным при контакте с персоналом лаборатории. Кроме того, применение автоматики увеличивает точность и эффективность процедуры, снижает трудозатраты. Применение данной технологии особенно удобно при масштабных испытаниях тестовых соединений на большом числе животных, например при исследованиях фармакокинетики в фармацевтической промышленности.

Системы автоматического забора проб крови подключаются к животному через стандартный катетер. В системе используются несколько насосов и клапанов для управления током крови через магистрали системы. Раствор антикоагулянта необходим для профилактики закупорки магистралей системы. Образцы крови хранятся в пробирках на подставке для сбора отдельных фракций с охлаждением. Работа системы контролируется специальным программным обеспечением, позволяющим пользователю программировать такие параметры, как количество проб, время, объём и скорость забора крови. (Ознакомиться с подробным описанием системы забора крови Accusampler Standard).

Источник: T.E.Nolan, M.Loughnane, A.Jacobson.Tethered Infusion and Withdrawal in Laboratory Animals.2008

Все оборудование и расходние материалы, представленные в даннйо статье Вы можете приобрести у нашей компании. Отправить запрос.

Особенности вакуумного забора крови

Использование вакуумных систем имеет существенное преимущество, так как кровь после забора попадает сразу же в специальную пробирку, в результате чего не происходит контакта ветеринарного персонала с взятым образцом.

Такие системы состоят из вакуумного шприца, который служит контейнером, и специальной иглы. Соединение с антикоагулянтом осуществляется внутри вакуумного контейнера.

Если рассматривать преимущества вакуумного забора крови, то можно выделить следующее:

• на протяжении 2-х часов есть возможность сделать забор образцов для исследования у 200 животных;
• не требуется перед началом процедуры фиксировать животное в неподвижном состоянии;
• на всех этапах забора не происходит непосредственного контакта ветеринарного врача с кровью;
• так как кровь не контактирует с предметами из окружающей среды, то риск распространения инфекции сводится к нулю;
• животное практически не испытывает стресс во время проведения процедуры.

В результате того, что крупный рогатый скот не испытывает стрессов, у коров надой не уменьшается.

Важно! Благодаря использованию вакуумных систем можно получить стерильный образец крови.

Подготовка к забору крови у КРС

Как правило, у коров забор крови делают из яремной вены, находящейся в верхней трети шеи. Объем полученного материала для исследования не должен быть меньше 5 мл с антикоагулянтом 0,5 М ЭДТА.

Используемые иглы перед началом процедуры стоит предварительно простерилизовать, используя для этих целей кипячение. Важно учитывать, что забор у каждой коровы нужно осуществлять новой иглой.

Место взятия обязательно дезинфицируют. Для дезинфекции используют спирт или 5% раствор йода. Во время взятия пробы животное должно быть надежно зафиксировано – привязывают голову.

После того как материал для исследования был взят, стоит плотно закрыть пробирку и перевернуть ее несколько раз, чтобы произошло смешивание с антикоагулянтом. При этом не допускается встряхивание. Каждую пробирку нумеруют согласно описи.

Самым эффективным способом является взятие крови из подхвостовой вены. В данном случае корову необязательно фиксировать. Пробирки рекомендуется в дальнейшем хранить при температурном режиме от +4°С до +8°С. Для этих целей отлично подойдет холодильник. Не стоит использовать морозильную камеру. В случае если во взятом образце появились сгустки, к дальнейшему исследованию он непригоден.

Внимание! Не допускается использование гепарина и других видов антикоагулянтов. Для транспортировки заборного материала используют специальные сумки с хладагентом. В процессе транспортировки кровь не должна быть свернута или заморожена.

Методы взятия крови у коров

На сегодняшний день существует несколько методов взятия крови у крупного рогатого скота. Ее берут из таких вен:

• яремной;
• молочной;
• хвостовой вены.

Перед тем как осуществить процедуру, рекомендуется предварительно зафиксировать животное, что исключит травмирование. В таком состоянии корова также не сможет опрокинуть пробирку. Перед процедурой потребуется продезинфицировать место забора крови с использованием раствора фенола, спирта или йода.

Взятие образца из яремной вены является одним из самых популярных способов. Как правило, процедуру проводят рано утром либо до того, как корова получит корм. Для проведения процедуры голову животного привязывают и фиксируют в неподвижном состоянии. Иглу необходимо вводить под острым углом, при этом кончик обязательно направлен к голове.

Из молочной вены допускается делать забор крови для исследования только у взрослой особи. Молочные вены расположены на боковой части вымени и тянутся вниз по брюшной части. Через них происходит снабжение молочных желез кровью и питательными веществами. Стоит отметить, что чем лучше развиты молочные вены, тем больше молока можно получить от коровы.

Безопаснее всего брать образцы для исследований из хвостовой вены. Место укола, так же как и в остальных случаях, необходимо продезинфицировать. Если выбрать место для укола на уровне от 2 до 5 позвонка, то процедура пройдет более гладко.

Взятие крови у коров из хвостовой вены

Как показывает практика, забор крови из хвостовой вены для проведения исследований является самым безопасным вариантом. Для этих целей можно использовать обычную иглу либо воспользоваться специальной вакуумной системой. Такие системы уже включают специальные пробирки, в которых содержится антикоагулянт и требуемое давление, что позволяет крови из хвостовой вены вытекать в емкость плавно.

Перед тем как сделать забор образца из хвостовой вены, необходимо с помощью спирта либо йодного раствора продезинфицировать место укола. После этого хвост у коровы приподнимают и удерживают его за среднюю треть. В данном случае иглу необходимо вводить плавно в хвостовую вену, угол наклона должен составлять 90 градусов. Иглу, как правило, вводят до упора.

Такой способ забора имеет большое количество преимуществ:

• взятый образец полностью стерилен;
• в пробирке практически не образуются сгустки, в результате чего все образцы пригодны для исследования;
• для проведения данной процедуры не требуется много времени. Опытный ветеринар на протяжении 60 минут может звать образцы у 200 животных;
• при использовании такого метода не возникает побочных эффектов, при этом шанс травмирования крупного рогатого скота сводится к минимуму;
• контакт с кровью минимальный;
• животное не испытывает стресс, привычный уровень удоя сохраняется.

Такой метод наиболее часто используют на крупных фермерских хозяйствах, где необходимо взять большое количество проб за короткий промежуток времени.

Взятие крови у КРС из яремной вены

В случае если необходимо осуществить забор крови из яремной вены, рекомендуется вставлять иглу на границе, где происходит переход верхней трети шеи в среднюю. Первым делом необходимо вызвать достаточный уровень наполнения вены и минимизировать ее подвижность. Для этих целей рекомендуется сдавить вену при помощи резинового жгута либо пальцев.

Во время прокола потребуется держать в руке шприц с иглой таким образом, чтобы направление иглы совпадало с линией хода прокалываемой вены. Необходимо следить за тем, чтобы срез иглы был направлен вверх, в сторону головы. Иглу стоит вставлять под углом от 20 до 30 градусов. Если игла попала в вену, то из нее начнет вытекать кровь.

Перед тем как извлечь иглу из яремной вены коровы, стоит предварительно снять резиновый жгут, а вену пережать пальцами. Пережимать необходимо чуть выше того места, где находится игла. Иглу постепенно извлекают, а место укола рекомендуется некоторое время сдавливать ватным тампоном, что позволит предотвратить образование гематом на теле животного. В завершении процедуры место венепункции дезинфицируют спиртом либо настойкой йода и обрабатывают раствором «Коллодия».

Внимание! В зависимости от поставленной задачи для исследования можно использовать кровь, плазму либо сыворотку.

Взятие крови из молочной вены

В данном случае необходимо учитывать, что забор крови из молочной железы можно делать только у взрослых особей. Необходимую вену можно обнаружить сбоку на вымени.

Перед тем как осуществить забор пробы, рекомендуется предварительно зафиксировать животное. Как правило, для проведения процедуры потребуется присутствие нескольких человек. Первым делом необходимо сбрить либо состричь волосяной покров с того места, где планируется делать прокол иглой. После этого подготовленный участок дезинфицируют с использованием спирта либо йодного раствора.

В хорошей видимости должен находиться своеобразный бугорок небольшого размера, куда и рекомендуется вводить иглу. Так как можно довольно легко нанести вред корове, то иглу вводят максимально осторожно. Ее необходимо ввести под углом, параллельно ходу вены, пока игла точно не попадет в нее и не появиться венозная кровь темного цвета.

Такой способ имеет некоторые преимущества:

• приемлемая стоимость материалов, необходимых для проведения исследований;
• для сбора образцов не требуется много времени;
• разбрызгивание крови минимальное.

Несмотря на это, имеются и существенные недостатки:

• риск нанести корове травму довольно высокий;
• придется контактировать с кровью животного;
• во время забора крови животное испытывает сильный стресс, так как иглу вводят в самое нежное место на теле;
• проводить данную процедуру довольно сложно.

Благодаря новым технологиям данный метод устарел, им практически не пользуются при проведении исследований.